Tiêu chuẩn Quốc gia TCVN 10806 -2:2015 ISO 7346-2:1996 Chất lượng nước-Xác định độc tính gây chết cấp tính của các chất đối với cá nước ngọt [brachydanio rerio hamilton-buchanan (teleostei, cyprinida)]-Phần 2: Phương pháp bán tĩnh

TIÊU CHUẨN QUỐC GIA

TCVN 10806-2:2015

ISO 7346-2:1996

CHẤT LƯỢNG NƯỚC - XÁC ĐỊNH ĐỘC TÍNH GÂY CHẾT CẤP TÍNH CỦA CÁC CHẤT ĐỐI VỚI CÁ NƯỚC NGỌT [BRACHYDANIO RERIO HAMILTON-BUCHANAN (TELEOSTEI, CYPRINIDAE)] - PHẦN 2: PHƯƠNG PHÁP BÁN TĨNH

Water quality - Determination of the acute lethal toxicity of substances to a freshwater fish [Brachydanio rerio Hamilton-Buchanan (Teleostei, Cyprinidae)]. Part 2: Semi-static method

Lời nói đầu

TCVN 10806-2:2015 hoàn toàn tương đương với ISO 7346-2:1996

TCVN 10806-2:2015 do Ban kỹ thuật tiêu chuẩn quốc gia TCVN/TC 147 Chất lượng nước biên soạn, Tổng cục Tiêu chuẩn Đo lường Chất lượng đề nghị, Bộ Khoa học và Công nghệ công bố.

Bộ tiêu chuẩn TCVN 10806 (ISO 7346), Chất lượng nước - Xác định độc tính gây chết cấp tính của các chất đối với cả nước ngọt [Brachydanio rerio Hamilton-Buchanan (Teleostei Cyprinidae)] gồm các phần sau:

- TCVN 10806-1:2015 (ISO 7346-1:1996), Phần 1: Phương pháp tĩnh;

- TCVN 10806-2:2015 (ISO 7346-2:1996), Phần 2: Phương pháp bán tĩnh;

- TCVN 10806-3:2015 (ISO 7346-3:1996), Phần 3: Phương pháp dòng chảy.

Lời giới thiệu

Bộ tiêu chuẩn 10806 (ISO 7346) đưa ra các phương pháp xác định độc tính gây chết cấp tính của các chất đối với cá ngựa vằn (Brachydanio rerio Hamilton-Buchanan), nhưng phải nhấn mạnh rằng phương pháp áp dụng đối với cá ngựa vằn không loại trừ việc sử dụng cho các loài khác. Các phương pháp sinh học nêu ra ở đây có thể sử dụng cho các loài cá nước ngọt, nước mặn hoặc nước lợ khác, với các cải biên thích hợp, ví dụ, chất lượng nước pha loãng và điều kiện nhiệt độ của phép thử.

Trong bộ tiêu chuẩn này, xác định độc tính gây chết cấp tính của các chất có thể thực hiện bằng phương pháp tĩnh, bán tĩnh và dòng chảy. Phép thử tĩnh, được mô tả trong tiêu chuẩn này, trong đó dung dịch không được làm mới, vì thế có ưu điểm là yêu cầu thiết bị, dụng cụ đơn giản, nhưng các chất trong bình thử có thể bị thất thoát trong quá trình thử và chất lượng nước có thể bị giảm. Trong phương pháp dòng chảy, được quy định trong phần TCVN 10806-3 (ISO 7346-3), dung dịch thử được bổ sung liên tục, giải quyết được vấn đề của phương pháp tĩnh nhưng lại yêu cầu sử dụng các thiết bị, dụng cụ phức tạp hơn. Trong phương pháp bán tĩnh, được mô tả trong TCVN 10806-2 (ISO 7346-2), dung dịch thử được làm mới sau mỗi 24 h hoặc 48 h, phương pháp này là sự kết hợp giữa hai phương pháp còn lại.

Phương pháp dòng chảy có thể được sử dụng cho hầu hết các loại chất, bao gồm cả chất không bền trong nước, tuy nhiên nồng độ chất thử được xác định bất cứ khi nào có thể. Phương pháp tĩnh bị giới hạn trong phép thử các chất có nồng độ được duy trì tương đối ổn định trong suốt thời gian thử. Phương pháp bán tĩnh có thể được sử dụng để nghiên cứu chất có nồng độ được duy trì hợp lý trong suốt phép thử bằng cách làm mới dung dịch sau mỗi 24 h hoặc 48 h. Sự chuẩn bị đặc biệt có thể là cần thiết đối với các chất bay hơi nhanh.

Để hỗ trợ cho việc chuẩn bị và duy trì nồng độ các chất có thể gây chết tại nồng độ gần với độ hòa tan trong nước của chúng có thể sử dụng một lượng nhỏ dung môi, như đã quy định trong các phương pháp.

CHẤT LƯỢNG NƯỚC - XÁC ĐỊNH ĐỘC TÍNH GÂY CHẾT CẤP TÍNH CỦA CÁC CHẤT ĐỐI VỚI CÁ NƯỚC NGỌT [BRACHYDANIO RERIO HAMILTON-BUCHANAN (TELEOSTEI, CYPRINIDAE)] - PHẦN 2: PHƯƠNG PHÁP BÁN TĨNH

Water quality - Determination of the acute lethal toxicity of substances to a freshwater fish [Brachydanio rerio Hamilton-Buchanan (Teleostei, Cyprinidae)]. Part 2: Semi-static method

1  Phạm vi áp dụng

Tiêu chuẩn này quy định phương pháp bán tĩnh để xác định độc tính gây chết cấp tính của các đơn chất bền, không bay hơi và tan trong nước dưới điều kiện xác định lên cá nước ngọt [Brachydanio rerio Hamilton-Buchanan (Teleostei, Cyprinidae) - tên thường gọi là cá ngựa vằn] trong nước có chất lượng đã định.

Đối với mỗi chất thử, phương pháp này có thể thích ứng để đánh giá các phạm vi độc tính gây chết cấp tính đối với Brachydanio rerio trong các điều kiện thử.

Kết quả của phương pháp này không đủ căn cứ để xác định các tiêu chuẩn về chất lượng nước cho bảo vệ môi trường.

Phương pháp này cũng có thể áp dụng khi sử dụng một số loài cá nước ngọt khác làm sinh vật thử1).

Phương pháp này cũng có thể áp dụng cho cá nước ngọt, cá nước mặn và nước lợ khác bằng những điều chỉnh thích hợp với điều kiện thử, đặc biệt về số lượng và chất lượng của nước pha loãng và nhiệt độ.

2  Nguyên tắc

Trong điều kiện nhất định, xác định nồng độ một chất mà tại nồng độ đó gây chết cho 50% cá thể Brachydanio rerio được thử sau thời gian tiếp xúc 24 h, 48 h, 72 h, 96 h với chất đó trong môi trường nước. Các nồng độ gây chết trung bình tương ứng được chỉ định LC₅₀-24 h, LC₅₀-48 h, LC₅₀-72 h và LC₅₀-96 h.

Phép thử được tiến hành trong hai giai đoạn:

a) Phép thử sơ bộ đưa ra chỉ số gần đúng về nồng độ trung bình gây chết cấp tính và phục vụ cho việc xác định khoảng nồng độ cho phép thử cuối cùng;

b) Chỉ báo cáo các kết quả của phép thử cuối cùng.

Nếu có sẵn bằng chứng cho thấy nồng độ thử còn lại tương đối ổn định (tức là trong khoảng 20% các giá trị danh định) trong quá trình thử, thì hoặc nồng độ được đo hoặc nồng độ danh định được sử dụng để ước tính giá trị LC₅₀. Nếu phép phân tích cho thấy nồng độ còn lại có giá trị tương đối ổn định nhưng nhỏ hơn khoảng 80%, hoặc lớn hơn 120% giá trị danh định, thì sử dụng giá trị phân tích này để ước tính giá trị LC₅₀. Nếu không có bằng chứng cho thấy nồng độ thử còn lại để ở mức chấp nhận được thông qua quá trình thử, hoặc được biết (hoặc nghi ngờ) rằng nồng độ của chất thử giảm đáng kể ở mọi giai đoạn trong quá trình thử, thì, dù có số liệu phân tích hóa học hay không, giá trị LC₅₀ cũng không được xác định bằng phương pháp này. Trong trường hợp này, phép thử không cần xác nhận, nhưng chỉ có thể công bố giá trị LC₅₀ của chất là ≤ x mg/l, sử dụng nồng độ danh định để ước tính giá trị, x.

3  Sinh vật thử và thuốc thử

Thuốc thử sử dụng phải được công nhận chất lượng phân tích. Nước sử dụng để chuẩn bị dung dịch phải là nước được cất bằng thiết bị thủy tinh hoặc nước đã loại ion với độ tinh khiết tương đương.

3.1  Sinh vật thử nghiệm

Loài thử nghiệm là Brachydanio rerio Hamilton-Buchanan (lớp phụ Teleostei, họ cá chép Cyprinidae), thường gọi là cá ngựa vằn. Mỗi cá thể cá thử nghiệm có chiều dài tổng là 30 mm ± 5 mm, về nguyên tắc, tương ứng với khối lượng là 0,3 g ± 0,1 g. Cá thể thử được chọn từ cùng một quần thể trong một đàn. Đàn cá này phải được nuôi thích nghi với môi trường và, trong mọi trường hợp, phải được nuôi ít nhất 7 ngày trước khi thử trong nước pha loãng, có sục khí liên tục (xem 3.2), trong điều kiện chất lượng nước và chiếu sáng giống với điều kiện trong phép thử. Cá được cho ăn bình thường cho đến 24 h trước khi tiến hành phép thử.

Cá thử phải không mắc bệnh hoặc có dị tật nhìn thấy. Cá phải không được chữa trị bệnh trong quá trình thử hoặc trong hai tuần trước khi thử. Cá còn sống sau khi thử phải được thải bỏ theo cách phù hợp.

Điều kiện môi trường để duy trì và nuôi cá ngựa vằn được nêu trong Phụ lục A.

3.2  Nước pha loãng tiêu chuẩn

Nước pha loãng tiêu chuẩn được chuẩn bị mới phải có pH bằng 7,8 ± 0,2, và độ cứng canxi khoảng 250 mg/l tính theo canxi cacbonat, và trước thử nghiệm phải chứa các muối tan trong nước cất hoặc nước đã loại ion với nồng độ sau:

Sục khí vào nước pha loãng cho đến khi nồng độ của oxy hòa tan đạt tới ít nhất 90% giá trị bão hòa khí trong dung dịch (AVS) và pH ổn định ở 7,8 ± 0,2. Nếu cần, điều chỉnh pH của dung dịch bằng cách thêm dung dịch natri hydroxit hoặc axít clohydric. Vì thế nước pha loãng đã chuẩn bị không nhận thêm sục khí cưỡng bức trước khi sử dụng trong phép thử.

3.3  Dung dịch gốc của chất thử

Dung dịch gốc là một hỗn hợp xác định của chất thử phải được chuẩn bị bằng cách hòa tan một lượng chất thử đã biết vào một thể tích xác định nước pha loãng, nước đã loại ion hoặc nước được cất bằng thiết bị thủy tinh. Dung dịch gốc phải được chuẩn bị ở tần suất thích hợp tới khi ổn định chất thử. Để có thể chuẩn bị dung dịch gốc và hỗ trợ trong việc chuyển vào bình thử, chất ít tan trong nước có thể được hòa tan hoặc phân tán bằng biện pháp thích hợp, kể cả các thiết bị sóng siêu âm và dung môi hữu cơ có độc tính thấp đối với cá. Nếu sử dụng dung môi hữu cơ nào đó thì nồng độ dung môi trong dung dịch thử không quá 0,1 ml/l, hoặc thể tích chứa 0,1 g/l, tùy mức nào lớn hơn. Nếu sử dụng dung môi, cần có hai bộ mẫu đối chứng, trong đó một bộ chứa dung môi ở nồng độ cao nhất được sử dụng cho mọi bình thử và một bộ không chứa dung môi hoặc chất thử.

3.4  Dung dịch thử

Dung dịch thử được chuẩn bị bằng cách thêm một lượng thích hợp dung dịch gốc của chất thử vào nước pha loãng để đạt được nồng độ yêu cầu. Khi chuẩn bị dung dịch gốc bằng nước cất hoặc nước khử ion thì không nên thêm quá 100 ml dung dịch gốc vào 101 nước pha loãng.

4  Thiết bị, dụng cụ

Tất cả vật liệu có thể tiếp xúc với chất lỏng mà cá sẽ được thả vào, hoặc với vật mà cá có khả năng tiếp xúc phải là chất trơ hoặc không hấp thụ chất thử đáng kể.

Thiết bị phòng thử nghiệm thông thường và các thiết bị sau:

4.1  Bình thử, có dung tích thích hợp (có thể cần lớn hơn 10 I), với diện tích bề mặt giữa không khí và môi trường thử lớn (khoảng 800 cm² cho 10 I môi trường) và có nút đậy vừa khít và cố định an toàn. Thể tích của bình thử phải đủ lớn để tỷ lệ thả cá không quá 1 g cá trên 1 I nước trong thời gian thử.

Trước khi sử dụng, bình thử phải được rửa sạch, ví dụ bằng chất tẩy không chứa ion (tiếp theo rửa với axit và dung môi để loại bỏ các chất bám chặt vào thành bình).

4.2  Thiết bị kiểm soát nhiệt độ, để điều tiết nhiệt độ của dung dịch thử và nước trong bể dung dịch gốc ở 23 °C ± 1 °C bằng các phương pháp phù hợp.

4.3  Vợt, làm bằng nilon hoặc vật liệu trơ về hóa học khác dùng cho bình đối chứng và các vợt khác cho tất cả các bình thử (4.1).

5  Môi trường thử

Việc chuẩn bị và bảo quản dung dịch, nuôi cá, và tất cả các thao tác và phép thử được thực hiện trong phòng có không khí sạch, không chứa các chất ô nhiễm ở nồng độ có hại trong không khí.

Phải cẩn thận tránh sự xáo trộn không mong muốn vì có thể làm thay đổi hành vi của cá. Thực hiện tất cả các phép thử trong điều kiện ánh sáng phòng thử nghiệm thông thường với thời gian chiếu sáng hàng ngày từ 12 h đến 16 h.

6  Cách tiến hành

6.1  Điều kiện về cá

Bất kể khi nào có thay đổi về quần thể gốc, phải tiến hành phép thử độc tính sử dụng phương pháp đã định trong tiêu chuẩn này sử dụng hóa chất chuẩn thích hợp (như kali dicromat (K₂Cr₂O₇)]. Kết quả của phép thử này phải thống nhất hợp lý với kết quả trong phép thử trước trong cùng một phòng thử nghiệm.

Không sử dụng cá thử đã sử dụng trong quá trình thử trước.

Duy trì nhiệt độ của nước trong bể gốc ở 23 °C ± 1 °C (4.2).

6.2  Phép thử giới hạn

Sử dụng quy trình mô tả trong tiêu chuẩn này, phép thử giới hạn có thể được tiến hành tại giới hạn của dịch thể lỏng hòa tan trong nước trong điều kiện của phép thử hoặc ở 100 mg/l, tùy theo mức nào thấp hơn, để cho thấy giá trị LC₅₀-96 h lớn hơn nồng độ này. Nếu không có cá chết trong phép thử giới hạn thì không yêu cầu phép thử tiếp theo.

Tiến hành phép thử giới hạn bằng cách sử dụng 10 con cá, và cùng số lượng trong (các) mẫu đối chứng.

CHÚ THÍCH 1: Lý thuyết nhị thức chỉ ra rằng, khi sử dụng 10 con cá, với tỷ lệ chết bằng “không“ có độ tin cậy 99,9 % thì giá trị LC₅₀-96 h lớn hơn nồng độ thử giới hạn. Nếu có tỷ lệ chết, phải xem xét tiến hành một nghiên cứu hoàn chỉnh (xem 6.3 và 6.4). Cần ghi lại nếu quan sát thấy ảnh hưởng gần gây chết.

6.3  Phép thử sơ bộ

Thêm ít nhất 2,5 I, tốt nhất là 5 I, nước pha loãng tiêu chuẩn (3.2) vào từng bình trong số sáu bình thử (4.1) và thông khí nếu cần khôi phục nồng độ oxy hòa tan đến ít nhất 90% giá trị bão hòa khí của dung dịch.

Chuẩn bị dung dịch thử bằng cách thêm lượng thích hợp dung dịch gốc của chất thử (3.3) vào năm bình để thu được dãy cấp số mũ về nồng độ, ví dụ 1000 mg/l; 100 mg/l; 10 mg/l; 1 mg/l và 0,1 mg/l. Không thêm gì vào bình thứ sáu là bình đối chứng. Dung dịch được điều chỉnh và duy trì ở nhiệt độ 23 °C ± 1 °C (4.2) và không được sục khí trong quá trình thử này.

Cho ba con cá vào mỗi bình.

Sau 24 h hoặc 48 h, chuẩn bị dung dịch thử mới trong các bình thử mới và chuyển ngay cá sống vào các bình này. Lặp lại sau mỗi 24 h hoặc 48 h trong suốt phép thử sơ bộ.

Ít nhất hai lần một ngày, ghi lại số cá chết và nồng độ oxy hòa tan trong mỗi bình. Loại bỏ cá chết.

Nếu chưa có đủ số liệu để thiết lập khoảng nồng độ cần cho phép thử cuối cùng, thì lặp lại phép thử sơ bộ với khoảng nồng độ khác.

6.4  Phép thử cuối cùng

Chọn ít nhất năm nồng độ tạo thành một dãy cấp số mũ, ví dụ 8 mg/l; 4 mg/l; 2 mg/l; 1 mg/l và 0,5 mg/l, nhưng phải bao gồm cả nồng độ thấp nhất làm chết toàn bộ cá trong phép thử sơ bộ, và nồng độ không gây chết cao nhất trong vòng 96 h. Dãy nồng độ được chọn này phải cung cấp xác suất thu được tỷ lệ chết từ 0 % đến 100 % trong ít nhất hai nồng độ liên tiếp của dãy cấp số mũ được sử dụng, điều này cần để ước tính LC₅₀ bằng sử dụng phương pháp “tin cậy xác suất “probit"".

Trong một số trường hợp, có thể yêu cầu khoảng nồng độ hẹp hơn để cung cấp các số liệu cần thiết và trong trường hợp khác lại cần khoảng nồng độ rộng hơn.

Lấy ít nhất sáu bình thử (4.1) và đồ vào mỗi bình, ví dụ, 10 I nước pha loãng tiêu chuẩn (3.2). Không thêm gì vào một trong số các bình này (đối chứng), nhưng với các bình khác thêm từng lượng khác nhau của dung dịch gốc (3.3) được yêu cầu để tạo nên một dãy nồng độ riêng của chất thử đã chọn. Nếu sử dụng dung môi hữu cơ để hòa tan một chất, phải chuẩn bị mẫu đối chứng thứ hai với nước pha loãng tiêu chuẩn có chứa một lượng vừa đủ dung môi hữu cơ để có được nồng độ dung môi cao nhất mà tại nồng độ này dung môi có trong mọi dung dịch thử. Khi dung dịch thử (3.4) được điều chỉnh về nhiệt độ 23 °C ± 1 °C (4.2), cho ít nhất bảy con cá vào mỗi bình như sau.

Chọn ngẫu nhiên cá trong đàn cá gốc và ngay lập tức thả ngẫu nhiên vào các bình thử, sử dụng vợt có lỗ nhỏ, làm bằng vật liệu trơ mềm (4.3). Loại bỏ bất kỳ con cá nào bị rơi hoặc thao tác không đúng trong quá trình di chuyển. Trong phép thử này, cho tất cả cá vào bình trong khoảng thời gian 30 min.

Sau 24 h hoặc 48 h, chuẩn bị lại dung dịch thử mới trong các bình thử mới và chuyển ngay cá sống vào những bình này. Làm mới lại dung dịch thử và chuyển cá vào phải được lặp lại sau mỗi 24 h hoặc 48 h trong suốt quá trình thử. Để tránh chuyển đáng kể chất thử giữa các bình thử qua vợt (4.3), việc chuyển cá phải được bắt đầu từ nồng độ thấp nhất tới nồng độ cao nhất.

Không được phép sục khí dung dịch. Ghi số cá chết trong mỗi bình ít nhất hàng ngày trong quá trình thử. Loại bỏ từng con cá chết khỏi bình càng nhanh càng tốt. Việc quan sát có thể diễn ra thường xuyên hơn, ví dụ để tính toán khoảng thời gian sống trung bình thu được cho mỗi nồng độ.

Ghi lại mọi hành vi bất thường của cá.

Nếu chất được nêu có tính bền trong thời gian tiếp xúc, (tức là thất thoát thấp hơn 20% so với nồng độ được dự kiến đã đo ban đầu hoặc đã công bố), nếu có thể, đo nồng độ chất thử trong bình thử ít nhất tại thời điểm bắt đầu và kết thúc của thời gian làm mới đầu tiên và cuối cùng. Nếu chất thử được nêu không bền trong quá trình thử, thì nếu có thể đo nồng độ của chất thử trong bình thử tại thời điểm bắt đầu và kết thúc của mỗi giai đoạn làm mới trong suốt thời gian của phép thử.

Đo nồng độ oxy hòa tan, pH và nhiệt độ của dung dịch đang thử đi qua mỗi bình ít nhất một lần một ngày và tại thời điểm bắt đầu và ngay trước và sau khi làm mới dung dịch thử.

Biểu mẫu gợi ý để ghi số liệu được nêu trong Phụ lục B.

7  Biểu thị kết quả

7.1  Tính hợp lệ

Kết quả được coi là hợp lệ nếu đáp ứng đầy đủ các yêu cầu sau:

a) Nồng độ oxy hòa tan của dung dịch thử trong quá trình thử phải đạt ít nhất 60% ASV;

b) Nồng độ chất thử không được biết (hoặc nghi ngờ) bị thất thoát đáng kể trong quá trình thử (xem Điều 2);

c) Tỳ lệ chết của cá đối chứng không quá 10% hoặc một con trong một bể;

d) Tỷ lệ cá đối chứng có hành vi bất thường không quá 10% hoặc một con trong một bể;

e) Giá trị LC₅₀-24 h của hóa chất chuẩn [ví dụ kali dicromat (K₂Cr₂O₇)] nếu áp dụng, cho bể cá gốc phải thống nhất hợp lý với kết quả trong phép thử trước trong cùng một phòng thử nghiệm.

7.2  Ước tính giá trị LC₅₀

Trong trường hợp ước tính LC₅₀ bằng đồ thị đơn giản được coi là thỏa đáng, thì giá trị này có thể nhận được bằng cách vẽ đồ thị tỷ lệ giữa cá chết (tính theo phần trăm cá thử trong mỗi bình thử) với nồng độ chất thử. Sử dụng các trục có thang chia tuyến tính, để tạo nên tương quan sigma, từ tương quan này có thể được tính giá trị LC₅₀ bằng cách nội suy từ nồng độ dự kiến sẽ gây nên tỷ lệ chết 50% (xem Hình 1).

Sẽ thích hợp hơn nếu vẽ số liệu trên giấy vẽ đồ thị trên các trục với thang chia theo logarit và đơn vị xác suất. Số liệu được vẽ theo cách này sẽ tạo nên tương quan tuyến tính, từ đó có thể nội suy LC₅₀ như trên (xem Hình 2).

Nếu cần ước tính độ dốc, giới hạn tin cậy 95% và LC₅₀, thì khuyến nghị các phân tích thống kê này thường có giá trị trong việc biểu thị kết quả, số liệu có thể được phân tích bằng đồ thị (xem tài liệu tham khảo [2] trong thư mục tài liệu tham khảo).

Nếu có sẵn thiết bị tính toán, có thể áp dụng phân tích probit (xem tài liệu tham khảo [1] trong thư mục tài liệu tham khảo).

Hình 1 - Nội suy giá trị LC₅₀ bằng đồ thị (thang chia độ tuyến tính)

Hình 2 - Nội suy giá trị LCM bằng đồ thị (thang chia logarit và đơn vị xác suất)

Nếu chưa có đủ số liệu để ước tính LC₅₀ tại 24 h và 48 h và, có thể tại 72 h và 96 h, phải ghi lại nồng độ thấp nhất mà tại đó xuất hiện tỷ lệ cá chết 100% và nồng độ cao nhất cho tỷ lệ cá chết 0% tại 24 h; 48 h; 72 h và 96 h. Nồng độ này chỉ ra giới hạn trong đó có khả năng chứa LC₅₀.

8  Báo cáo thử nghiệm

Báo cáo thử nghiệm phải bao gồm các thông tin sau:

a) Viện dẫn tiêu chuẩn này;

b) Nhận dạng hóa chất và mọi thông tin có sẵn về chất thử (như tính tan, tính bay hơi, hệ số tỷ lệ octanol/nước, tốc độ phân hủy);

c) Phương pháp chuẩn bị nước pha loãng, dung dịch gốc và dung dịch thử;

d) Tất cả số liệu hóa học, sinh học, vật lý liên quan đến phép thử và không được đưa ra trong tiêu chuẩn này, bao gồm các chi tiết về điều kiện thích nghi của cá thử, và khối lượng cá, tính theo gam trên lít;

e) Các số liệu được xem xét khi đánh giá tính hợp lệ của phép thử:

1) Nồng độ của oxy hòa tan,

2) Tỷ lệ chết được quan sát thấy ở cá đối chứng,

3) Tỷ lệ cá đối chứng có hành vi bất bình thường,

4) LC₅₀ của chất chuẩn;

f) Bảng liệt kê nồng độ danh định được thử (với giá trị phân tích hóa học, nơi công bố), và phần trăm tổng số cá chết trong 24 h, 48 h, 72 h và 96 h tính từ lúc bắt đầu phép thử;

g) Các giá trị LC₅₀ và giới hạn tin cậy, nếu có, của chất thử tại 24 h, 48 h, 72 h và 96 h, tài liệu tham khảo cần có cho các phương pháp tính toán, và các phương pháp phân tích hóa học, ở bất cứ nơi nào được áp dụng;

h) Độ dốc của đường cong nồng độ - đáp ứng (và giới hạn tin cậy 95% nếu có);

i) Minh họa bằng đề thi các tương quan nồng độ - đáp ứng;

j) Mọi phản ứng bất thường của cá trong điều kiện phép thử và mọi tác động bên ngoài quan sát được sinh ra do chất thử;

k) Mọi sai khác so với quy trình được quy định trong tiêu chuẩn này và nguyên nhân.

Phụ lục A

(Tham khảo)

Thông số môi trường để nuôi và tạo giống cá ngựa vằn

(Brachydanio rerio Hamilton-Buchanan)

A.1  Khái quát

Cá ngựa vằn có nguồn gốc từ bờ biển Coromandel của Ấn Độ nơi có các dòng chảy mạnh. Đây lá loại cá thường được nuôi trong bể, vì thế các thông tin về các quy trình chăm sóc và nuôi cá có thể được nêu trong các tài liệu tham khảo về nuôi cá nhiệt đới. Đặc tính sinh học của các loài này đã được tổng kết bởi Laale^[5].

Loài cá này hiếm khi dài quá 45 mm. Thân hình trụ với 7 đến 9 sọc dọc xanh đậm trên nền màu bạc. Các sọc này chạy đến vây đuôi và vây bụng. Phần lưng có màu xanh ô liu. Con đực mảnh hơn con cái và có màu ánh vàng. Con cái có màu bạc hơn và bụng phồng to, đặc biệt là trước khi đẻ trứng.

A.2  Thông số môi trường

Loài cá này có khả năng chịu đựng khoảng rộng về nhiệt độ, pH và độ cứng của nước. Axelrod^[4] đưa ra khoảng nhiệt độ là 15,5 °C đến 43,3 °C và pH từ 6,6 đến 7,2. Cá có thể sinh sản, nuôi và sống trong nước vòi có độ cứng tổng số cao nhất là 300 mg/l (theo canxi cacbonat) và pH từ 7,7 đến 8,2. Nhiệt độ được duy trì ổn định ở 26 °C ± 1 °C và tăng lên 27 °C ± 1 °C để kích thích đẻ trứng.

A.3  Vật liệu và phương pháp

Loài cá này có thể đẻ trứng trong bể thủy tinh có mức chứa khoảng 70 I. Cá mới nở sau đó được chuyển sang bể có mức chứa 200 l.

Vì cá trưởng thành là loài tham ăn trứng, cần có phương pháp để bảo vệ trứng mới đẻ và cá non. Một phương pháp đã được sử dụng thành công bằng cách giam cá trưởng thành trong lồng lưới dưới nước để khi con cái đẻ trứng, trứng sẽ rơi qua lưới xuống đáy bể tránh xa các con trưởng thành.

Lồng lưới có kích thước là 250 mm x 250 mm x 80 mm, được làm từ sợi nhựa, có đường kính mắt lưới 3 mm. Lồng này được kẹp vào miệng bể để phần gờ phía trên của lồng ở trên nước còn lưới nhúng xuống nước khoảng 60 mm. Không sử dụng hệ thống lọc bằng sỏi ở đáy để làm sạch nước vì nó có khả năng làm hại trứng. Bể phải được chiếu sáng 8 h một ngày.

A.4  Điều kiện

Giai đoạn này kéo dài khoảng 2 tuần. Con đực và con cái được cách ly và nuôi ăn thức ăn sống. Bao gồm giun trắng (enchytraeids). Daphnia và tôm biển (Artemia). Mật độ của bể trong quá trình quy định luôn được giữ dưới 30 con cá trong bể có mức chứa 70 I.

Vào cuối của 2 tuần, con đực có màu ánh vàng đậm và con cái có bụng trứng to.

A.5  Giai đoạn đẻ trứng

Có thể thiết lập bể đẻ trứng như sau.

Làm đầy bể rỗng bằng nước vòi sạch có nhiệt độ 27 °C trong 48 h và đặt lồng nhựa vào dưới mép bể, để cá bơi trong một khoảng thể tích 1 I. Cho vào lồng sáu con cái vào buổi sáng và cho ăn bằng tôm biển đã đông khô.

Thêm chín con đực vào lồng vào buổi tối và cho cá ăn một lần nữa bằng tôm biển đã đông khô trước khi tắt đèn.

Quá trình đẻ trứng được kích thích bằng ánh sáng buổi sáng và hoàn thành sau khi bật đèn khoảng 4 h. Trứng, không dính vào nhau, rơi qua lưới, cách biệt với các con trưởng thành.

Khi con cái đẻ trứng xong, chuyển các con trưởng thành ra và để cho trứng nở.

A.6  Phát triển cá con

Trứng nở sau khoảng từ 4 ngày đến 5 ngày và các cá non bám vào thành bể và giữ bất động từ 24 g đến 48 g. Khi con non tự bơi được, cho chúng ăn thức ăn dành cho cá loại có đăng ký phù hợp với kích thước hạt nhỏ. Khi được 3 tuần, cá non có thể được cho ăn bằng tôm biển mới nở và tốc độ tăng trưởng trở nên nhanh hơn. Sau 1 tháng, có thể chuyển chúng sang bể 200 I và cho ăn bằng hỗn hợp thức ăn đã được đăng ký phù hợp và thức ăn sống. Cá sẽ hoàn thiện cơ quan sinh sản sau 3 tháng và đạt đến chiều dài 3,5 cm. Cần chú ý là các di tật tự phát ở ấu trùng đang phát triển có thể quan sát được ở những giống nhất định (xem tài liệu tham khảo [9] trong thư mục tài liệu tham khảo).

Các nghiên cứu khác (xem tài liệu tham khảo [7] trong thư mục tài liệu tham khảo) chỉ ra rằng các yếu tố trong chế độ ăn có thể dẫn đến dị hình và cá ngựa vằn đặc biệt nhạy cảm với yếu tố này (các loài khác sinh sản và phát triển bình thường khi cho ăn thức ăn cá đã đăng ký phù hợp tương tự).

Phụ lục B

(Tham khảo)

Mẫu gợi ý để ghi số liệu

THƯ MỤC TÀI LIỆU THAM KHẢO

[1] Finney, D.J. Statistical Methods in Biological Asay, Wycombe, Kingdom, Griffin (1978).

[2] Litchfield, J.T. and Wilcoxon, F.A simplified method for evaluating dose-effect experient. J. Pharmacol.Exp.Ther. 96 (1949), pp 99-113.

[3] Stephan, C.E. Method for calculating an LC₅₀. Aquatic Toxycology and Hazard Evaluataion. ASTM (1977), ST, p 634.

[4] Axelrod, H.P. Breeding Quarium Fishes Book 1. T.F.H. Publication, 1967.

[5] Laale, H.W. The biology and use of zebra fish (Brachydanio rerio) in fisheries rearch. A literature review. J. Fish Biol. 10 (2) (1977), pp 121-173.

[6] Mertens, J. Year-round controlled mass reproduction of zebra fish. Aquaculture 2 (1973), pp 245-249.

[7] Newsome, C.S. and Piron, R.D. Aetioiogy of skeletal deformities in the Zebra Danio fish (Brachydanio rerio Hamilton-Buchanan). J. Fish Biol. 21 (1982), pp 231-237.

[8] NIIMI,A.J and LAHAM, Q.N. Influence of breeding time interval on egg number, mortality and hatching of the zebra fish (Brachydanio rerio). Can. J.Zool. 52 (1974), pp 515-517.

[9] PIRON, R.D. Spontaneous skeletal deformities in the zebra fish (Brachydanio rerio) bred for fish toxicity tests. J. Fish Biol. 13 (1978), pp 79-84.